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Use este identificador para citar ou linkar para este item: http://repositorioinstitucional.uea.edu.br//handle/riuea/2130
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dc.contributor.authorNascimento, Marcelo Reis do-
dc.date.available2020-03-09-
dc.date.available2020-03-09T15:03:38Z-
dc.date.issued2017-10-09-
dc.identifier.urihttp://repositorioinstitucional.uea.edu.br//handle/riuea/2130-
dc.description.abstractINTRODUCTION: The Hospital Foundation of Hematology and Hemotherapy of Amazonas - HEMOAM- collects approximately 60,000 blood bags a year with which it supplies the entire State of Amazonas. The packed red blood cell (CH) bag is the most widely used blood component in the world. Depending on the anticoagulant and additive solution, it is valid for up to 42 days when stored at 4 ± 2oC. However, erythrocytes continue their metabolism slowly, suffering in this adverse environment, damage to their morphology and energy production, which can trigger the Cell Injury process.OBJECTIVE: To analyze biochemical, hematological and molecular data on alternate days (7 to 7 days) in an attempt to verify indicative changes to increase oxidative stress in bags donated and returned to FHEMAOM.RESULTS: Of the 60 bags analyzed, 48 (80%) were male. The average age of volunteers for males was 34 ± 11.35 and 32 ± 10.23 years for females. The most frequent blood group in both genders was the “O” RhD positive, above 48%. Although we did not find significant differences, the blood bags returned to the blood center have increased levels of oxidative stress and hemolysis markers, in addition to other variations in hematological and biochemical parameters compared to the bags that were stored in the blood center. As expected, hematological data, despite the slight decrease in values, significant differences were not demonstrated in the analyzes from the 1st to the 42nd day. Serum values ​​for glucose and sodium, showed a significant decrease (p <0.001; P = 0.023, respectively), while for sodium, magnesium and LDH, significant increase (p <0.017; p = 0.029; p <0.001, respectively). All markers for oxidative stress showed significant differences throughout each analysis, with an increase in oxidative capacity (ROS), lipid peroxidation / hemolysis (TBARS), while a decrease in antioxidant capacity (ABTS) (all with p <.001). CONCLUSION. The differences found in the parameters analyzed between the bags that remained in the blood center and those returned from other agencies can be explained by transport and / or packaging outside the ideal temperature, which resulted in an increase in erythrocyte lesions. Few variations were demonstrated with statistical significance between the first 14 days, perhaps indicating that the erythrocytes are able to mitigate the increase in oxidative stress in this period. In addition, we verified the increase in TBARS as a result of lipid peroxidation, being influenced by the presence of heterozygosity as the greatest association force for homozygotes in SNPs rs1695 (Ile105Val) and rs1871042 (442-16C> T) for the GSTP1 and SOD rs4880 ( Ala16Val). We believe that a better understanding of endogenous and exogenous factors that affect oxidative status in blood balls, including genetic factors, is important for understanding oxidation in blood storage in order to improve clinical outcomes in blood transfusions. Keywords: Oxidative stress, Superoxide dismutase; GSTP1 SNPspt_BR
dc.languageporpt_BR
dc.publisherUniversidade do Estado do Amazonaspt_BR
dc.rightsAcesso Abertopt_BR
dc.rightsAtribuição-NãoComercial-SemDerivados 3.0 Brasil*
dc.rights.urihttp://creativecommons.org/licenses/by-nc-nd/3.0/br/*
dc.subjectEstresse oxidativopt_BR
dc.subjectSuperóxido dismutasept_BR
dc.subjectGSTP1 SNPspt_BR
dc.titleAvaliação Laboratorial e molecular de concentrado de hemácias devolvidas à fundação hospitalar de hematologia e hemoterapia do Amazonaspt_BR
dc.typeDissertaçãopt_BR
dc.date.accessioned2020-03-09T15:03:38Z-
dc.contributor.advisor1Moura Neto, José Pereira de-
dc.contributor.advisor1Latteshttp://lattes.cnpq.br/6749773067557179pt_BR
dc.contributor.referee1Moura Neto, José Pereira de-
dc.contributor.referee1Latteshttp://lattes.cnpq.br/6749773067557179pt_BR
dc.contributor.referee2Albuquerque, Sérgio de-
dc.contributor.referee3Barros, Francisco Erivaldo Vidas-
dc.creator.Latteshttp://lattes.cnpq.br/9111037808663289pt_BR
dc.description.resumoRESUMO INTRODUÇÃO: A Fundação Hospitalar de Hematologia e Hemoterapia do Amazonas - HEMOAM- coleta aproximadamente 60.000 bolsas de sangue por ano com as quais abastece todo o Estado do Amazonas. A bolsa de concentrados de hemácias (CH) é o componente sanguíneo mais utilizado no mundo. Dependendo do anticoagulante e solução aditiva, tem validade de até 42 dias quando armazenada 4±2oC. Todavia, os eritrócitos continuam seu metabolismo de forma lenta, sofrendo neste ambiente adverso, danos em sua morfologia e produção de energia, podendo desencadear o processo de Lesão Celular. OBJETIVO: Analisar em dias alternados (7 a 7 dias), dados bioquímicos, hematológicos e moleculares na tentativa de verificar alterações indicativas para aumento do estresse oxidativo em Bolsas doadas e devolvidas para a FHEMAOM. RESULTADOS: Do total de 60 bolsas analisadas, 48 (80%) foram do sexo masculino. A idade média dos voluntários para o sexo masculino foi de 34±11,35 e 32±10,23 anos para o feminino. O grupo sanguíneo mais frequente em ambos os gêneros foi o “O” RhD positivo, acima de 48%. Apesar de não encontramos diferenças significativas, as bolsas de sangue devolvidas ao hemocentro apresentam aumento dos níveis dos marcadores do estresse oxidativo e hemólise, além de outras variações nos parâmetros hematológicos e bioquímicos em comparação com as bolsas que foram estocadas No hemocentro. Como era de se esperar, os dados hematológicos, apesar da leve diminuição nos valores, diferenças significativas não foram demonstradas nas análises do 1o até o 42o dia. Valores séricos para glicose e Sódio, apresentaram diminuição significativa (p<0,001; P=0.023, respectivamente), enquanto para sódio, magnésio e LDH, aumento significativo (p<0,017; p=0,029; p<0,001, respectivamente). Todos os marcadores para o estresse oxidativo apresentaram diferenças significativas ao longo de cada análise, com aumento para capacidade oxidante (ROS), peroxidação lipídica/hemólise (TBARS), enquanto diminuição para capacidade antioxidante (ABTS) (todos com p<.001). CONCLUSÃO. As diferenças encontradas nos parâmetros analisados entre as bolsas da que ficaram no hemocentro e as devolvidas de outras agências podem ser explicadas pelo transporte e/ou acondicionamento fora da temperatura ideal, o que resultou no aumento das lesões eritrocitárias. Poucas variações foram demonstradas com significância estatística entre os 14 primeiros dias, indicando talvez que os eritrócitos são capazes de atenuar o aumento do estresse oxidativo neste período. Além disso, verificamos a elevação do TBARS como resultado da peroxidação lipídica, sendo influenciado pela presença de heterozigose como maior força de associação para homozigotos nos SNPs rs1695 (Ile105Val) e rs1871042 (442-16C> T) para o gene GSTP1 e SOD rs4880 (Ala16Val). Acreditamos que a melhor compreensão dos fatores endógenos e exógenos que afetam o status oxidativo nas bolas de sangue, incluindo fatores genéticos são importantes para a compreensão da oxidação no armazenamento de sangue, a fim de melhorar os resultados clínicos nas transfusões de sangue. Palavras chave: Estresse oxidativo, Superóxido dismutase; GSTP1 SNPspt_BR
dc.publisher.countryBrasilpt_BR
dc.publisher.programPrograma de Pós-Graduação em Ciências Aplicadas à Hematologiapt_BR
dc.relation.references8 REFERÊNCIA BIBLIOGRÁFICAS 1. Sivilotti, M. L. A. (2004). Oxidant stress and haemolysis of the human erythrocyte. Toxicological Reviews, 23(3), 169–188. http://doi.org/10.2165/00139709-200423030-00004 2. Kumar, D., & Rizvi, S. I. (2014). Markers of Oxidative Stress in Senescent Erythrocytes Obtained from Young and Old Age Rats. Rejuvenation Research, 17(5), 446–452. http://doi.org/10.1089/rej.2014.1573 3. Vandromme, M. J., McGwin, G., & Weinberg, J. A. (2009). Blood transfusion in the critically ill: does storage age matter? Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine, 17, 35. http://doi.org/10.1186/1757-7241-17-35 4. Orlov, D., & Karkouti, K. (2015). The pathophysiology and consequences of red blood cell storage. Anaesthesia, 70 Suppl 1, 29–37, e9–12. http://doi.org/10.1111/anae.12891 5. Hess, J. R. (2010). Red cell changes during storage. Transfusion and Apheresis Science, 43(1), 51–59. http://doi.org/10.1016/j.transci.2010.05.009 6. Hess, J. R. (2012). Scientific problems in the regulation of red blood cell products. Transfusion, 52(8), 1827–1835. http://doi.org/10.1111/j.1537-2995.2011.03511.x 7. Bruhin, A., Goette, L., Roethlisberger, A., Markovic, A., Buchli, R., & Frey, B. M. (2015). Call of duty: The effects of phone calls on blood donor motivation. Transfusion, 55(11), 2645–2652. http://doi.org/10.1111/trf.13236 8. BRASIL. Lei nº 10205, de 21 de março de 2001, Regulamenta o § 4º do art. 199 da Constituição Federal, relativo à coleta, processamento, estocagem, distribuição e aplicação do sangue, seus componentes e derivados, estabelece o ordenamento institucional indispensável à execução adequada dessas atividades, e dá outras providências D.O.U. - Diário Oficial da União; Poder Executivo, de 22 de março de 2001, Brasília, 21 de março de 2001 9. BRASIL. ANVISA - agência nacional de vigilância sanitária. Determina o Regulamento Técnico para os procedimentos hemoterápicos, incluindo a coleta, o processamento, a testagem, o armazenamento, o transporte, o controle de qualidade e o uso humano de sangue, e seus componentes, obtidos do sangue venoso, do cordão umbilical, da placenta e da medula óssea. Resolução RDC nº 158, de 04 de Fevereiro de 2016. 10. Hess, J. R. (2006). An update on solutions for red cell storage. Vox Sanguinis, 91(1), 13–19. http://doi.org/10.1111/j.1423-0410.2006.00778.x 11. Rous, P., & Turner, J. R. (1916). the Preservation of Living Red Blood Cells in Vitro : I. Methods of Preservation. The Journal of Experimental Medicine, 23(2), 219–237. 12. Roback, J. D., Josephson, C. D., Waller, E. K., Newman, J. L., Karatela, S., Uppal, K., … Dumont, L. J. (2014). Metabolomics of ADSOL (AS-1) red blood cell storage. Transfus Med Rev, 28(2), 41–55. http://doi.org/10.1016/j.tmrv.2014.01.003 13. Sakuma, A., Ottoboni, M., & Sierra, P. (2011). Manual para controle da qualidade do sangue total e hemocomponentes, 120p. Retrieved from http://redsang.ial.sp.gov.br/site/docs_leis/pd/pd1_manual_sangue.pdf 14. van de Watering, L. M. G., & Brand, A. (2008). Effects of storage of red cells. Transfusion Medicine and Hemotherapy : Offizielles Organ Der Deutschen Gesellschaft Fur̈ Transfusionsmedizin Und Immunham̈atologie, 35(5), 359–67. http://doi.org/10.1159/000155221 15. Tinmouth, A., Cook, D. J., Marshall, J. C., Clayton, L., Sc, M., Mcintyre, L. Eng, B. (2015). Age of Transfused Blood in Critically Ill Adults. http://doi.org/10.1056/NEJMoa1500704 16. Flegel, W. A., Natanson, C., & Klein, H. G. (2014). Does prolonged storage of red blood cells cause harm? British Journal of Haematology, 165(1), 3–16. http://doi.org/10.1111/bjh.12747 17. Tinmouth, A., Cook, D. J., Marshall, J. C., Clayton, L., Sc, M., Mcintyre, L. Eng, B. (2015). Age of Transfused Blood in Critically Ill Adults. http://doi.org/10.1056/NEJMoa1500704 18. Tinmouth, A., Cook, D. J., Marshall, J. C., Clayton, L., Sc, M., Mcintyre, L. Eng, B. (2015). Age of Transfused Blood in Critically Ill Adults. http://doi.org/10.1056/NEJMoa1500704 19. Mohanty, J. G., Nagababu, E., & Rifkind, J. M. (2014). Red blood cell oxidative stress impairs oxygen delivery and induces red blood cell aging. Frontiers in Physiology, 5 FEB(February), 1–6. http://doi.org/10.3389/fphys.2014.00084 20. Flegel, W. A., Natanson, C., & Klein, H. G. (2014). Does prolonged storage of red blood cells cause harm? British Journal of Haematology, 165(1), 3–16. http://doi.org/10.1111/bjh.12747 21. Gevi, F., Alessandro, A. D., Rinalducci, S., & Zolla, L. (2012). Alterations of red blood cell metabolome during cold liquid storage of erythrocyte concentrates in CPD – SAGM ☆. Journal of Proteomics, 76, 168–180. http://doi.org/10.1016/j.jprot.2012.03.012 22. Rifkind, J. M., Mohanty, J. G., & Nagababu, E. (2015). The pathophysiology of extracellular hemoglobin associated with enhanced oxidative reactions. Frontiers in Physiology, 6(JAN), 1–7. http://doi.org/10.3389/fphys.2014.00500 23. Vandromme, M. J., McGwin, G., & Weinberg, J. A. (2009). Blood transfusion in the critically ill: does storage age matter? Scandinavian Journal of Trauma, Resuscitation and Emergency Medicine, 17, 35. http://doi.org/10.1186/1757-7241-17-35 24. Orlov, D., & Karkouti, K. (2015). The pathophysiology and consequences of red blood cell storage. Anaesthesia, 70 Suppl 1, 29–37, e9–12. http://doi.org/10.1111/anae.12891 25. OHKAWA, H.; OHISHI, N.; YAGI, K. Assay for Lipid Peroxides in Animal Tissues by Thiobarbituric Acid Reaction. Analytical Biochemistry., v. 95, p. 351-358. 1979. 26. Draper, H. H.; Hadley, M. Malondialdehyde determination as index of lipid peroxidation. Methods in Enzymology v.186, p. 421–431. 1990. 27. EREL, O. A new automated colorimetric method for measuring total oxidant status. Clinical Biochemistry., v. 38, n.1, p 1103–1111. 2005 28. Taniguchi, I., McCloskey, A., & Ohno, M. (2014). Analysis of RNA transport in Xenopus oocytes and mammalian cells. Methods in Cell Biology (1st ed., Vol. 122). Elsevier Inc. http://doi.org/10.1016/B978-0-12-417160-2.00018-7 29. Collins, F. S., & Ph, D. (2010). R 2001. Genome, 2001–2011. http://doi.org/10.1056/NEJMra0907175 30. SACHIDANANDAM, R. et al. A map of human genome sequence variation containing 1.42 million single nucleotide polymorphisms. Nature, v. 409, n. 6822, p. 928–933, 15 fev. 2001. 31. FAREED, M.; AFZAL, M. Single nucleotide polymorphism in genome-wide association of human population: A tool for broad spectrum service. Egyptian Journal of Medical Human Genetics, v. 14, n. 2, p. 123–134, abr. 2013. 32. GRIFFIN, T. J.; SMITH, L. M. Genetic identification by mass spectrometric analysis of single-nucleotide polymorphisms: ternary encoding of genotypes. Analytical chemistry, v. 72, n. 14, p. 3298–3302, 15 jul. 2000. 33. DEN DUNNEN, J. T.; ANTONARAKIS, S. E. Mutation nomenclature extensions and suggestions to describe complex mutations: a discussion. Human mutation, v. 15, n. 1, p. 7–12, jan. 2000. 34. Crawford, F., Beck, S., Mclean, J., & Walsh, D. (2012). Migration and health in Glasgow and its relevance to GoWell February 2012, (February). 35. Spurdle, A. B., Hopper, J. L., Chen, X., Dite, G. S., McCredie, M. R., Giles, G. G. Chenevix-Trench, G. (2001). The steroid 5alpha-reductase type II TA repeat polymorphism is not associated with risk of breast or ovarian cancer in Australian women. Cancer Epidemiol Biomarkers Prev, 10(12), 1287–1293. Retrieved from http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?cmd=Retrieve&db=PubMed&dopt=Citation&list_uids=11751447 36. Petrovi, D., & Peterlin, B. (2014). GSTM1-null and GSTT1-null genotypes are associated with essential arterial hypertension in patients with type 2 diabetes. Clinical Biochemistry, 47(7-8), 574–577. http://doi.org/10.1016/j.clinbiochem.2014.03.012 37. Hess, J. R. (2010). Red cell changes during storage. Transfusion and Apheresis Science, 43(1), 51–59. http://doi.org/10.1016/j.transci.2010.05.009 38. Hess, J. R. (2012). Scientific problems in the regulation of red blood cell products. Transfusion, 52(8), 1827–1835. http://doi.org/10.1111/j.1537-2995.2011.03511.x 39. Lion, N., Crettaz, D., Rubin, O., & Tissot, J.-D. (2010). Stored red blood cells: A changing universe waiting for its map(s). Journal of Proteomics, 73(3), 374–385. http://doi.org/10.1016/j.jprot.2009.11.001 40. Hod, E. A., & Spitalnik, S. L. (2012). Stored red blood cell transfusions: Iron, inflammation, immunity, and infection. Transfusion Clinique et Biologique : Journal de La Société Française de Transfusion Sanguine, 19(3), 84–9. http://doi.org/10.1016/j.tracli.2012.04.001 41. Raat, N. J. H., & Ince, C. (2007). Oxygenating the microcirculation: the perspective from blood transfusion and blood storage. Vox Sanguinis, 93(1), 12–8. http://doi.org/10.1111/j.1423-0410.2007.00909.x 42. Collins, F. S., & Ph, D. (2010). R 2001. Genome, 2001–2011. http://doi.org/10.1056/NEJMra0907175 43. Roback, J. D. (2016). Perspectives on the impact of storage duration on blood quality and transfusion outcomes. Vox Sanguinis, 111(4), 357–364. http://doi.org/10.1111/vox.12441 44. Klein, H. G. (2017). The red cell storage lesion(s): Of dogs and men. Blood Transfusion, 15(2), 107–111. http://doi.org/10.2450/2017.0306-16 45. Mohanty, J. G., Nagababu, E., & Rifkind, J. M. (2014). Red blood cell oxidative stress impairs oxygen delivery and induces red blood cell aging. Frontiers in Physiology, 5 FEB(February), 1–6. http://doi.org/10.3389/fphys.2014.00084 46. Rifkind, J. M., Mohanty, J. G., & Nagababu, E. (2015). The pathophysiology of extracellular hemoglobin associated with enhanced oxidative reactions. Frontiers in Physiology, 6(JAN), 1–7. http://doi.org/10.3389/fphys.2014.00500 47. Taniguchi, I., McCloskey, A., & Ohno, M. (2014). Analysis of RNA transport in Xenopus oocytes and mammalian cells. Methods in Cell Biology (1st ed., Vol. 122). Elsevier Inc. http://doi.org/10.1016/B978-0-12-417160-2.00018-7 48. KIM, Y. et al. Crystal structure of Thermus aquaticus DNA polymerase. Nature, v. 376, n. 6541, p. 612–616, 17 ago. 1995. 49. YANG, S.; ROTHMAN, R. E. PCR-based diagnostics for infectious diseases: uses, limitations, and future applications in acute-care settings. The Lancet Infectious Diseases, v. 4, p. 337–348, 2004.  pt_BR
dc.subject.cnpqHematologia e Hemoterapiapt_BR
dc.publisher.initialsUEApt_BR
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